| Forside | | Indhold | | Forrige | | Næste |

Reduceret omkostninger i forbindelse med analyse af pesticider i små vanforsyningsanlæg

2 Litteraturgennemgang

2.1 Indledning

Immunkemiske metoder har været anvendt i over 40 år og hovedsagelig indenfor den kliniske kemi, men har i løbet af de sidste 10 år gradvist fundet vej til pesticidanalyserne. Hovedprincippet i immunkemiske metoder er bindingen imellem antistof og et fremmedlegeme, antigen. Den mest anvendte immunkemiske metode til pesticidanalyser er ELISA, hvor der anvendes antistof og enzymkonjugat til at detektere og kvantificere indholdet af pesticid i prøverne.

ELISA er en competitiv immunkemisk metode, fordi enzymkonjugatet konkurrerer om antistoffet med pesticidet i prøven. Efterfølgende anvendes enzymkonjugatet til en farvereaktion, der kan måles og indirekte bruges til at kvantificere pesticidkoncentrationen i prøven.

En gennemgang af litteratur og artikler der beskriver kommercielle immunkemiske kit viser, at langt den overvejende del omhandler atrazin eller triazin kit[ 1,3,4,6,7,8,9,12 og13], hvilket illustrerer at atrazin og nedbrydningsprodukterne ikke kun er et problem i Danmark, men udgør et problem i vandmiljøet overalt, hvor det er anvendt[16].

2.2 Opbevaring og håndtering

Da der er tale om biologisk materiale, er håndteringen og opbevaring vigtigt for optimal udnyttelse af immunkemiske kit.

Der er fire vigtige forudsætninger for optimal brug af immunkemiske kit, opbevaringstemperatur, anvendelsestemperatur, reaktionstid samt holdbarhed [16].

De fleste kommercielle kit skal opbevares ved 2-8C. Producenterne angiver almindeligvis, hvilke temperaturforhold netop deres immunkemiske kit skal opbevares under. En undersøgelse viser, at der hurtigt sker en nedbrydning og degeneration ved opbevaring ved forkert temperatur[16].

En vigtig ting for at få præcise og nøjagtige resultater er det rigtige oprations- temperaturinterval samt reaktionstider. Det rigtige temperaturinterval er specielt kritisk, hvis de immunkemiske kit påtænkes anvendt i felten. Holdbarheden for immunkemiske kit er fra 1 til 2 år, og der kan ikke garanteres for pålidelige resultater, hvis der anvendes reagenser eller opløsninger, som har overskredet anvendelsesdatoen.

I en laboratorieafprøvning med 11-17 deltagende laboratorier fra forskellige udviklingslande [20] blev prøver og de immunkemiske kit fremsendt med posten.

I de fleste tilfælde var prøver og ELISA-kit fremme hos deltagerne i løbet af 1-2 uger, mens det i enkelte tilfælde blev tilbageholdt i tolden i flere uger sandsynligvis under forhøjet temperatur.

Dette kunne ses direkte på en af de tilbagesendte standardkurver, som havde en helt anden facon, hvilket sandsynligvis skyldes fremskredet nedbrydning af de immunkemiske reagenser. I enkelte lande kræves der specieltilladelse for at importere biologisk materiale, og der kan derfor opstå uforudsete situationer, når immunkemisk materiale skal bestilles eller sendes.

Det foreslås, at der sendes en datalogger med, således at de temperaturer, som det immunkemiske kit har været udsat for, registreres.

Sherman og Bergmann [3] opserverede, at responsen fra referenceopløsningen B0 (blindprøve) varierede betydeligt fra microtiterplade til microtiterplade, 0,57 til 1,1 absorbans enheder. De prøvede at undersøge om temperaturen og reaktionstiden havde indflydelse på dette, og de fandt at bare én grads forskel i temperaturen gav signifikant forskelligt resultat (p=95%). Ligeledes havde reaktionstiden signifikant indvirkning. De ændrede derfor metoden, således at reaktionstiden blev øget fra 5 minutter til 15 minutter, og alle reagenser, standarder, prøver og microtiterplader blev nøje tempereret i et vandbad før brug. Det anbefales desuden, at inkubationstiden optimeres for hvert nyt immunkemisk batch.

Sherman og Bergmann [3] modificerede ligeledes den medfølgende metodebeskrivelse, således at de medfølgende engangspipetter blev udskiftet med nøjagtige semiautomatiske og manuelle pipetter for bedre at kunne styre reagenserne.

Hock and Dankwardt [20] mener, at der kan opstå randeffekt hvor brøndene i kanten af microtiterpladerne ikke har samme temperatur som de midterste brønde, hvis pladerne ikke er ordentlig tempereret før brug. Da reaktionerne er meget temperaturfølsomme, kan en randeffekt bevirke en betydelig metodeusikkerhed.

2.3 Detektionsgrænse og præcision

Mouvet et al. [11] testede et kommerciel isoproturon-kit og et laboratorium fremstillet kit og fandt, at detektionsgrænsen (3 x std bl.) varierede imellem henholdsvis 0,020-0,064μg/l og 0,080-0329μg/l afhængig af den aktuelle standardkurve og microtiter-batch anvendt. Den store variation for det laboratoriefremstillede kit skyldes standardkurvens meget flade forløb i den lave ende. Der var meget lille forskel på det analytiske signal imellem laveste standard og blindprøven. Usikkerheden for det kommercielle kit var 19% imellem microtiterpladerne og 5,5 % indenfor pladerne. Mouvet et al. [11] konkluderer, at usikkerheden sandsynligvis skyldes variation i antistofmængden i de enkelte brønde eller direkte tab af antistof fra brøndene.

Ved at anvende de medfølgende standarder kunne Meulenberg og Stoks[2] opnå samme detektionsgrænser, som var angivet for de to kommercielle kit til 2,4-D bestemmelse på henholdsvis 0,1μg/l og 0,7μg/l. Ved at fortynde de medfølgende standarder således, at der blev 6-8 niveauer i stedet for de oprindelige 3. Kunne de forbedre detektionsgrænserne fra de oprindelige 0,1μg/l til 0,03μg/l og 0,7μg/l til 0,05μg/l. Metodevalideringen viste en usikkerhed på op til 53% imellem pladerne og 22-28% indenfor pladerne. Den store usikkerhed er efter deres mening ganske almindelig, når der arbejdes med immunkemiske metoder.

I en validering af bl.a. et kommercielt triazin kit kunne opnås en detektiongrænse på 0,03μg/l og en usikkerhed på 3,5-5% indenfor serien og 8-11% i mellem serierne. For et tilsvarende isoproturon kit blev detektiongrænsen 0,01μg/l og en usikkerhed på 3-9% indenfor serien og 9-12% i mellem serierne[9], hvilket er næsten samme værdier, der kan opnås med konventionelle metoder.

Denille et al [10] spikede grundvand og drikkevand med terbuthylazin og fandt en metodeusikkerhed for anvendelse af immunkemiske kit på henholdsvis 22,7% og 33,5%, mens instrumentmetoden havde en usikkerhed på under 10% for begge typer matricer. Ligeledes fandt Thurman et al [12], at usikkerheden er større ved en triazin immunkemisk metode i forhold til GC/MS 15-20% mod 5-10%.

2.4 Krydsreaktion

Fordi antistofferne som anvendes i immunkemien krydsreagerer med nærtbeslægtede stoffer, må der forventes både falske positive resultater og en overestimering af pesticidkoncentrationen [3]. Et falsk positivt resultat defineres i immunkemien, som et resultat over detektionsgrænsen, der ikke kan eftervises ved en reference metode [6]. Falsk negativt resultat defineres, som en negativ respons for en prøve, som indeholder over detektionsgrænsen af et givet stof.

Gascon et al [6] testede et kommerciel immunkemisk atrazin kit for interferens (krydsreaktion) fra nedbrydningsprodukterne desethylatrazin og desisopropylatrazin samt det nærtbeslægtede stof simazin. IC50 for atrazin er 0,302 μg/l, når isopropylgruppen erstattes med en ethylgruppe (simazin) stiger IC50 til 1,749 μg/l. Substitution af propylgruppen med hydrogen (desisopropylatarzin) får IC50 værdien til at stige til 2,059μg/l. Derimod vil en substitution af ethylgruppen med hydrogen næsten ikke påvirke IC50, som herefter blev 0,371μg/l. De konkluderer, at det er mærkeligt at atrazin kit'et reagerer mest følsomt på desethylatrazin, som almindeligvis findes i højest koncentration i miljøet og desisopropylatrazin sjældent findes. Da det pågældende atrazin kit har en høj affinitet for desethylatrazin, skal det pågældende kit nok mere betegnes som et triazin kit end et specifikt atrazin kit.

Mouvet et al. [1] fandt, at tertbuthylazin var den største krydsreaktant i de 4 kommercielle kit til atrazin bestemmelse de afprøvede, og simazin og desethylatrazin havde også en betydelig krydsreaktion med kitene, mens nedbrydningsprodukterne desisopropylatrazin og hydroxyatrazin næsten ikke udviste nogen krydsreaktion.

2.5 Matrix interferens

Tilstedeværelsen af forskellige substanser i vandprøverne kan influere på de immunkemiske reaktioner i forskellig grad og kan give anledning til over- eller underestimering af prøvens indhold af pesticid.

Interferensen kan inddeles i to klasser [6], 1; det som ændrer på affiniteten imellem antigen og antistof såsom pH og ionstyrke. 2; det som direkte konkurrerer med antigenet om de aktive pladser på antistoffet, såsom opløst organisk stof, der måske kun svagt reagerer med antistoffet, men ved tilstrækkelig høj koncentration indvirker på resultatet.

Et triazin-kit som Thurman et al. [12] arbejdede med, blev testet for interferens fra naturlig humus- og fulvicsyre, som er hovedbestanddelen af organisk stof i naturligt vand. En variation af humus- og fulvicsyre indholdet fra 5mg/l til 100mg/l havde ingen indvirkning på atrazin resultatet. De konkluderer, at triazin kit'et ikke var følsomt over for opløst organisk stof i prøverne, hverken i negativ eller positiv retning.

Gascon et al. [4] varierede pH, og saltindholdet (ionstyrken) i standarderne for at observere indvirkningen. Saltindholdet blev varieret fra 0 μg/l til 35 μg/l uden at det have nogen indflydelse på standardkurvens facon og de lå alle fint parallelt. Ligeledes kunne der hellere ikke observeres nogen effekt ved pH ændringerne andet end parallelforskydning af standardkurven. Parallelforskydning af standardkurven er også ensbetydende med anden respons, derfor vil det være nødvendigt at lave en standardkurve i det samme medie ellers vil der opstå en systematisk fejl, men der vil ikke være noget til hindre for at anvende immunkemiske kit til bestemmelse af prøver med højt saltindhold eller anderledes pH.

2.6 Sammenligning immunkemisk mod konventionel metode

For at sammenligne de immunkemiske metoder med de konventionelle metoder er det almindeligt, at afbillede resultaterne i et koordinatsystem[11,13]. X-aksen defineres til GC/LC metoden, mens den immunkemiske metode afbilledes på y-asken og derefter foretage en lineær regression på punkterne (y=ax+b). For fuldstændig overensstemmelse imellem metoderne skal hældningen være 1 og skæring 0 og korrelation koefficienten r2 skal være så tæt på 1 som muligt.

En skæring på 0 viser, at hverken den immunkemiske eller den konventionelle metode over- eller underestimerer koncentrationen i det lave niveau. Mens en hældning på 1 viser, at når koncentrationen stiger vil resultatet fra den immunkemiske og den konventionelle metode være ens[5].

Korrelationskoefficienten skal tages med forbehold, idet værdien kan være tæt på 1 uden, at punkterne er lineær relateret. Der bør altid være en fysisk kurve til at bedømme om punkterne er lineær relateret som korrelationskoefficienten angiver [14].

Brady et al. [13] konkluderede, at resultaterne for bestemmelse af atrazin ved en immunkemisk metode, korrelerer godt med en GC/MS metode (r2=0,95) dog med en positiv bias til immunkemien. Det var ikke muligt at finde årsagen til biasen, idet hverken simazin eller forskellige nedbrydningsprodukter kunne henføres til det positive bidrag. Nitratindholdet og pH i prøverne kunne heller ikke henføres til overestimeringen.

I en anden metodesammenligning foretaget af Dinelli et al. [10] til bestemmelse af terbutylazin ved ELISA og HPLC fandtes ligeledes en god korrelation (r2=0,975), men en hældning på 1,275, som indikerer en overestimering med den immunkemiske metode. De fandt, at overestimeringen ikke skyldes metolachlor, som er et pesticid, der ofte benyttes sammen med terbuthylazin og som har en ubetydelig krydsreaktion med det immunkemiske kit.

To forskellige kommercielle kit til bestemmelse af 2,4-D blev sammenlignet med en GC/MS-metode, og der blev fundet korrelationskoefficienter på henholdsvis 0,985 og 0,9996 og kurvehældninger på henholdsvis 0,985 og 1,02, hvilket indikerer en god korrelation imellem konventionel og immunkemiske metoder, og en god nøjagtighed for begge kit'ene [2].

Mouvet et al. [11] testede to forskellige kit til isoproturonbestemmelse mod en konventionel HPLC-metode med fastefase oprensning og fandt korrelationskoefficienter på henholdsvis 0,947 og 0,943 og hældninger på 1,076 og 0,915. Hældning på under 1 finder Thurman et al[12] ligeledes (0,88) og ifølge Mouvet et al. [11] findes der stadig ingen forklaring på dette, idet krydsreaktion vil bevirke overestimering med den immunkemiske metode. At der skulle være en overestimering ved HPLC-bestemmelsen finder Mouvet et al. [11] ikke sandsynlig, da forbehandling af prøven snarere bevirker et tab af prøve.

I en anden test Mouvet et al. [1] foretog af 4 forskellige kit til atrazin bestemmelse mod en konventionel GC-HPLC metode, var kurvehældning over 1 for alle 4 kit. I det ene tilfælde var hældningen tæt på 1,5, hvilket indikerer en stor overestimering af atrazin-indholdet. Det var ikke muligt at finde årsagen, idet de almindelige krydsreaktanter, simazin, desethylatrazin og desisopropylatrazin ikke kunne henføres til overestimeringen. Desethyldesisopropylatrazin, som ikke kunne bestemmes ved deres konventionelle metode, vil ifølge deres konklusion ikke krydsreagere og kan derfor udelukkes som årsag til overestimeringen. En underestimering ved den konventionelle GC-HPLC metode blev ligeledes udelukket, idet metoden tager højde for tabet ved recoverykorrigering af resultatet.

Derimod konkluderer Schraer et al. [5], at en hældningen på over 1(1,08) i sammenligning af cyanazin bestemt ved ELISA og GC/MS skyldes tab ved ekstraktionen til GC/MS-metoden. En korrelationskoefficient på 0,76 konkluderer Schraer et al. [5], at være acceptabel.

Ved at sammenligne atrazinbestemmelse ved ELISA og GC/MS fandt Gruessner et al.[8], at ELISA metoden overestimere koncentration. Gennemsnitlige var atrazin koncentration 0,1μg/l højere ved ELISA metoden end GC/MS metoden. De vurderede, at overestimeringen skyldes krydsreaktion fra simazin, cyanazin eller atrazinmetaboliter. I 35% af prøverne fandt de ligeledes cyanazin, men ikke i de koncentrationer, der kunne henføres direkte til overestimeringen. De fandt ingen prøver med simazin, derfor konkluderede Gruessner et al.[81], at overestimeringen skyldes atrazinmetaboliter samt cyanazin.

2.7 Fordele og ulemper beskrevet

Der er ligesom andre analytiske metoder fordele og ulemper. Immunkemiske metoder er begrænset ved krydsreaktion, enkelt komponent bestemmelse og matrix effekt [6]. Desuden findes muligheden for at finde både falske negative og positive resultater .

Thurman et al. [12], som undersøgte triaziner i grundvand og overfladevand, fandt ingen negative resultater i sin undersøgelse og mener, at det ikke er særligt sandsynligt at finde falske negative resultater med immunkemiske metoder, idet der skal ske en fysisk sorption til antistoffet, hvilket ikke vil forekomme i almindelige analytiske situationer.

Dette underbygges af Meulenberg og Stokes[2], der ved sammenligning af to forskellige immunkemisk kit til 2,4-D bestemmelse mod konventionel GC/MS med fastefase ekstraktion ikke fandt falske negative prøver, men at cirka hver tiende positive prøve var falske.

Ligeledes fandt Gruessner et al. [8] ingen falske negative resultater i deres afprøvning af et atrazin kit, men havde falske positive resultater i 5,5% af prøverne, som sandsynligvis skyldes ukendte krydsreaktanter. Da sandsynligheden for falske negative resultater er begrænset og derved muligheden for at forkaste positive prøver, egner immunkemiske metoder sig godt som screeningsmetode, men det kræver at positive prøver verificeres ved konventionelle metoder.

Ifølge Sherman og Bergmann [3] er immunkemiske metoder et godt screeningsværktøj, der ikke kan erstatte de almindelige analytiske metoder, men som kan anvendes til at eliminere prøver under en vis grænseværdi og derved reducere antallet af prøver til almindelige kemiske metoder. I en stor grundvands monitering i Wisconsin i USA [13] blev grænsen, som trigger en opfølgende gaschromatografisk bestemmelse sat til 0,35μg/l, som var midt på standardkurven, hvor bestemmelsen er mest nøjagtig. Derved var det kun en lille del af de positive fund der blev efterkontrolleret. Ifølge forfatterne blev der herved sparet et betydeligt beløb, idet deres pris for en immunkemisk bestemmelse kun var en tiendedel af en gaschromatografisk bestemmelse.

En drikkevandsforsyning i Holland, som anvender flodvand fra Rhinen, har haft problemer med at overholde EU's krav på 0,1μg/l for 2,4-D, hvilket skyldes at pesticidet ikke tilbageholdes i vandbehandlingsanlægget, og der til tider er meget høj koncentration i Rhinen-vandet. Derfor havde de behov for at opbygge et varslingssystem, således at der kunne lukkes for vandtilførslen ved tegn på forhøjet 2,4-D koncentration. I denne situation var den konventionelle GC/MS metode for kompliceret og langsom. Derimod passede immunkemiske metoder ideelt til formålet som screening metode, der ved en grænseværdi på 0,1 g/l trigger opfølgning ved konventionel GC/MS metode [2].

Mouvet et al. [11] konkluderede, at detektionsgrænsen opnået i deres validering gør det muligt at verificere om prøverne overholder EU-kravet på 0,1μg/l, men på grund af den store variation imellem microtiterpladerne og indenfor pladerne vil dette kun kunne efterleves med ny standardkurve for hver microtiterplade og tredobbelt bestemmelse af prøverne. De konkluderer, at fordelen ved immunkemiske metoder er, at der kan opnås detektionsgrænser med et par hundrede mikroliter, som ikke er mulig ved gængse metoder ved oprensning af 1 liter prøve. I anden artikel fra Mouvet et al. [1] hævdede de, at betegnelsen let at anvende skulle tages relativt, idet nøjagtige resultater kun kan opnås med uddannet og erfarent personale, samt ekstraudstyr i form af multikanal pipetter, vaskesystem, pladelæser og software til kalibrering og beregning, ting der ikke altid oplyses af producenten.

På grund af den store variation i mellem de immunkemiske rør brugte Sherry og Borgmann [3] en gennemsnits standardkurve bestående af resultater fra starten og slutningen af dagen til at beregne indholdet i prøverne. De havde ligeledes besvær med at håndtere end meget kort farve-inkubationstid angivet til 2 minutter. En test viste, at en ændring i inkubationstiden fra 2 til 4 minutter fordoblede absorbansen og derved resultatet. De konkluderede, at dette var problematisk, og at det sandsynligvis vil medvirke til en større unøjagtighed ved mere rutinepræget anvendelse af det immunkemiske kit.

Ifølge Brady et al. [13] er der penge at spare ved at immunkemiske metoder giver minimal mængde organisk affald i forhold til konventionel GC analyse. Derudover er oplæring af personale til immunkemiske metoder betydelig lettere end til GC-analyser og vedligeholdelse af apparatur er ligeledes meget lettere. Efter få ugers oplæring i ELISA-metoder var det muligt for uerfarent personale, at opnå resultater, som var fuldt på højde med mere erfarne teknikeres resultater.

Dinelli et al. [10] konkluderer, at selv om usikkerheden er betydelig større ved anvendelse af immunkemisk analysemetode har de et stort potentiale som hurtig screeningsmetode i forhold til den mere præcise HPLC-metode.

Musick et al [15] har udfærdiget en liste med fordele og ulemper ved anvendelse af immunkemiske metoder. Til fordelene hører, at metoden er pålidelig og et effektivt screenings værktøj og i nogle tilfælde med lavere detektionsgrænse end konventionelle metoder (gælder nok mest Nord Amerika).Til ulemperne er, at immunkemiske metoder ikke er specifikke nok og medbestemmer nært beslægtede stoffer og metaboliter. Falske positive resultater kræver, at resultaterne verificeres ved andre metoder. Da stoffer og materialer ikke tåler forhøjet temperaturer, skal al forsendelse foregå ekspres og under køl, hvilket er en ekstra omkostninger der sjældent er medregnet.

Antallet af prøver, der kan håndteres med immunkemien er helt anderledes end ved konventionelle metoder. Gascon et al. [4] sammenlignede en microtiter og en rør immunkemisk metode til atrazin bestemmelse mod en LC-DAD metode (Liquid Chromatography - Diode Array Detector) med automatisk oprensning. Med den konventionelle LC-DAD metode kunne de håndtere 1 prøve pr. time, mens flowet var over 100 prøver pr. time for microtiter metoden, og over 60 prøver pr. time for immunkemiske metode med rør.

2.8 Sammenfatning på litteraturgennemgang

Reagenser og plader, der anvendes til immunkemiske analyser, har begrænset holdbarhed og tåler ikke at blive opbevaret ved over 2-8°C. Dette har vist sig at kunne give problemer i forbindelse med forsendelse og anvendelse. Da der indgår biologisk materiale i metoderne, kan en forhøjet temperatur bevirke en nedbrydning og henfald af materialet[20]. Ved almindelig forsendelse kan der opstå uforudsete situationer i forbindelse med toldbehandling, der gør, at selvom forsendelsen er pakket forsvarligt og nedkølet, alligevel kommer til at henstå ukontrolleret ved forhøjet temperatur og derved forøget risiko for henfald af materialet, hvilket måske først opdages under analysearbejdet eller efterfølgende talbehandling af resultaterne.

Detektionsgrænsen for kommercielle immunkemiske kit opgives enten som 3 gange standardafvigelsen ved gentagne målinger af blindprøven eller som den koncentration der mætter 10% af antistoffet (90%B/B0). Yderligere angives en kvantificeringsgrænse eller -område, som er koncentrationen, hvor usikkerheden har et vist niveau eller hvor den lineære del af standardkurven starter og slutter.

Detektionsgrænsen for de kommercielle kit til pesticidanalyse ligger i området 0,005μg/l til 1,4μg/l. Det har vist sig, at det ved udskiftelse af de medfølgende engangspipetter til mere præcise hel- og halvautomatiske pipetter og forøgelse af antallet af standardniveauer er muligt at sænke detektionsgrænsen med en faktor ti [2]. Detektionsgrænserne kan kun overholdes, hvis der beregnes en standardkurve for hver ny plade der anvendes og flerdobbeltbestemmelse på hvert standardniveau.

Usikkerheden ved anvendelse af immunkemiske metoder er generelt højere end konventionelle GC eller LC metoder. Der i enkelte tilfælde fundet op til 50 % usikkerhed i mellem analyseserierne og over 20% indenfor serierne[2]. Almindeligvis ligger usikkerhederne på 10-20% for de immunkemiske metoder og 5-10% for de konventionelle GC og LC-metoder. Usikkerheden ved anvendelse af immunkemiske metoder er generelt dobbelt så stor imellem analysedagene som indenfor dagen.

Immunkemiske metoder har en iboende krydsreaktion, der gør at de udover, at bestemme en given analyt ligeledes kan medbestemme nedbrydningsprodukter og nærbeslægtede stoffer. Krydsreaktionerne skyldes, at antistoffet ikke er 100% specifikt for hele molekylet, men kun for en bestemt del af molekylet. Derved vil antistoffet reagere med andre molekyler, der indeholder samme dele.

Ved at teste et immunkemisk atrazin kit for krydsreaktioner med simazin og de almindelige nedbrydningsprodukter desethylatrazin og desisopropylatrazin var det tydeligt at se, at antistoffet var følsomt over for isopropylgruppen i molekylet. Det immunkemiske kit havde næsten samme følsomhed over for atrazin og de stoffer, der havde intakt isopropylgruppe, mens følsomheden faldt drastisk når gruppen manglede[6].

Som i konventionelle kemiske metoder kan prøvematricen indvirke positivt eller negativt på kvantificeringen ved hjælp af immunkemiske metoder. Navnlig naturligt organisk materiale i prøven mistænkes for at kunne interferere på resultatet. I en enkelt afprøvning havde humussyre koncentration på op til 100μmg/l ingen indvirkning på resultatet. En anden undersøgelse viste, at de immunkemiske kit uden problemer kunne anvendes med et saltindhold op til 35g/l.

Generelt sammenlignes konventionel og immunkemiske metoder ved at afbillede resultaterne mod hinanden i et almindelig koordinatsystem og foretage en lineær regression på punkterne.

I de fleste sammenligninger er der fundet en god korrelation imellem konventionel og immunkemiske metoder. Idet korrelationskoefficienten ligger lige under 1, men hældningen er som regel over 1, hvilket indikerer en overestimering af resultatet med den immunkemiske metode. Enkelte gange kunne overestimering direkte henføres til forskellige krydsreaktanter, som ligeledes var til stede i prøverne.

I langt de fleste tilfælde, var det derimod ikke muligt at finde årsagen til overestimeringen, enten fordi det ikke var muligt at bestemme mulige krydsreaktanter med den konventionelle metode, eller fordi det skyldes ukendte stoffer i prøverne.

 

| Forside | | Indhold | | Forrige | | Næste | | Top |



Version 1.0 Juli 2004, © Miljøstyrelsen.